معلومة

6.1.1: تحديد متطلبات الأكسجين واللاهوائية - علم الأحياء

6.1.1: تحديد متطلبات الأكسجين واللاهوائية - علم الأحياء


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

أهداف التعلم

  • حدد الفئات الثلاث الرئيسية للميكروبات بناءً على متطلبات الأكسجين.
  • تعلم طرقًا مختلفة لاستنبات البكتيريا اللاهوائية.

كيفية تحديد متطلبات الأكسجين

هناك طريقة ممتازة لتحديد احتياجات الأكسجين لبكتيريا بك وهي تنميتها في بيئات أكسجين مختلفة - أكسجين جوي بنسبة 22٪ ، لا يوجد أكسجين على الإطلاق (صندوق غاز جاسباك أو غرفة لاهوائية) ، وتقليل الأكسجين بنسبة أقل من 10٪ (شمعة) jar) - وقارن بين نوعية وكمية النمو.

أنواع بيئات الأكسجين

في الصورة 1 ، ملف جرة شمعة على اليمين يحتوي على 3-5٪ من ثاني أكسيد الكربون2 و 8-10٪ O2 (0.3٪ و 21٪ في الغلاف الجوي على التوالي). هذه طريقة سهلة لتحديد ما إذا كان لديك إيروب أم لا ميكرويروفيليك، لأنها تنمو على النحو الأمثل في ظل ظروف الأكسجين المنخفضة (ولكن الحالية) كما هو الحال في جرة الشمعة. عديدة ميكرويروفيليك ستنمو البكتيريا بشكل سيئ عند 22٪ O2، في حين أن البعض لن ينمو على الإطلاق (على سبيل المثال النيسرية السيلان). من المحتمل أن تؤدي المنتجات الثانوية للتنفس الهوائي وجذور الأكسيد الفائق وبيروكسيد الهيدروجين إلى صعوبة الميكرويروفيليس للقيام بعمل جيد في 22٪ O2. بعض الميكرويروفيليس هي في الواقع نباتية نباتية (تتطلب ارتفاع ثاني أكسيد الكربون2 مستويات النمو). قد لا تنمو الأيروبس الصارم جيدًا في جرة الشمع ، اعتمادًا على النوع. الجنس موجب الجرام عصية والجنس سالب الجرام الزائفة تشمل البكتيريا الهوائية على شكل عصيات.

الصورة 1: على اليسار يوجد جرة GasPak ، بداخلها غلاف مولد GasPak. البيئة 0٪ O2. على اليمين يوجد جرة شمعة ذات غلاف جوي منخفض O2 التركيزات وثاني أكسيد الكربون2 .

يتكون النظام اللاهوائي الأحدث (الصورة 2) من حاوية أو صندوق بلاستيكي (لألواح أجار) وكيس توليد ورق GasPak. يحتوي الكيس على حمض الأسكوربيك والكربون المنشط الذي يتفاعل عند التعرض للهواء عند إزالته من الغلاف المغلف. يتم امتصاص الأكسجين بسرعة وثاني أكسيد الكربون2 ويتم إنتاج. عندما يتم وضع الكيس الورقي GasPak في كيس بلاستيكي مغلق ، فإن هذا التفاعل سيخلق ظروفًا جوية مثالية لنمو اللاهوائية - اللاهوائية في غضون 2.5 ساعة.

نظرًا لأن علب وصناديق GasPak تبدو متشابهة ، سواء كان بها أكسجين بالداخل أم لا ، يتم تضمين شريط مؤشر ، يحتوي على الميثيلين ، في الجرة. يكون أزرق الميثيلين أزرق عندما يتأكسد ، ويكون عديم اللون عند تقليله. يتفاعل الكربون الموجود داخل الكيس مع الأكسجين الحر في البرطمان ، وينتج 10-15٪ من ثاني أكسيد الكربون2. الصورة 2: الصناديق اللاهوائية

عدد غير قليل من مسببات الأمراض البشرية صارمة اللاهوائية، يتجلى في أجناس على شكل عصية --- سالبة الجرام باكتيرويدس, عصية (الجمرة الخبيثة) ، وموجبة الجرام المطثية (التيتاني, البوتولينوم).

أيروتوليرانتس هي اللاهوائية التي يمكن أن تنمو في وجود O2 (بالمقارنة مع اللاهوائيات الصارمة التي من المحتمل أن تموت) ، لكنهم لا يستخدمونها. والأخير ، ولكنه شائع جدًا ، هو اللاهوائية الاختيارية التي تفضل استخدام O2 عندما تكون موجودة ولكنها ستنمو بدونها.

هناك طريقة أخرى لاستنبات اللاهوائيات وتنميتها وهي استخدام وسائط مخفضة - وسائط بدون أكسجين. مرق ثيوجليكولات / أجار يحتوي على عامل اختزال - مادة كيميائية ثيوجليكولات - التي تربط أي أكسجين حر داخل الوسط. ستلاحظ أيضًا أن هذه الأنابيب بها أغطية لولبية ، مما يسمح بإغلاق محكم لتقليل دخول الأكسجين. ومع ذلك ، سيكون بعض الأكسجين في الأنبوب بين الغطاء والمرق ولا توجد طريقة للتخلص منه. لذلك سيكون هناك بعض انتشار الأكسجين في الجزء العلوي من المرق ، وهذا هو المكان الذي قد تنمو فيه أي بكتيريا هوائية. مؤشر، ريسازورين، في الوسط سيكون لونها وردي فاتح في منطقة أكسجين أعلى. يمكنك تحديد ما إذا كانت البكتيريا لا هوائية ، أو لاهوائية اختيارية ، أو هوائية عن طريق التحقق من مكان نمو الكائن الحي في عمود الوسائط. لا تهزه!

ملحوظة

سوف يتخلل الأكسجين في المرق عندما يجلس هذا الوسط لفترة من الوقت.

تحقق من اللون الوردي: إذا كان الأمر كذلك ، اغلي المرق لمدة 5 دقائق (يزيل الأكسجين).

يشار إلى النمو من خلال المنطقة الرمادية

إجراء

مرق ثيوجليكولات

  1. يجب غلي مرق الثيوجليكولات أولاً قبل التلقيح أو تم صنعه مؤخرًا بحيث يكون محتوى الأكسجين منخفضًا جدًا. (سيخبرك مدربك ما إذا كان يجب سلقها).
  2. قم بتلقيح أنبوب من مرق الثيوجليكولات بالبكتيريا غير المعروفة: تأكد من أن الحلقة أو الإبرة تنزل إلى أسفل المرق (لا تحصل على حامل معدني في المرق المعقم).
  3. احتضان عند 25 أو 37 درجة مئوية حسب التوجيهات.

لوحات TSA في 3 بيئات أكسجين مختلفة

  1. ضع ملصقًا على 3 أطباق للجدول - جرة شمع ، وهواء محيط ، ووعاء جاسباك اللاهوائي.
  2. قسّم الألواح الثلاثة إلى أقسام ، واحدة لكل كائن حي - مجهول ، الأيروب الصارم ، اللاهوائي الصارم.
  3. تلقيح المقطع عن طريق وضع خط مستقيم أو متعرج (كما هو موضح أدناه). ومع ذلك ، تأكد من تلقيح جميع الأطباق الثلاثة باستخدام نفس الأسلوب.
  4. تأكد من أن الجرة بها شريط مؤشر أزرق ميثيلين (كما هو موضح أعلاه) بالداخل. يتحول لون أزرق الميثيلين إلى اللون الأزرق عندما يتأكسد ، ولكنه يكون عديم اللون عند تقليله. قبل فتح البرطمان ، يجب فحص الشريط للتأكد من أنه عديم اللون.
  5. احتضان عند 30 أو 37 درجة مئوية

التفسير: بعد الحضانة

لوحات TSA

قارن بين وجود / عدم وجود النمو ، وكذلك كمية النمو على اللوحات الثلاثة. حدد ما إذا كانت هوائية أو لاهوائية أو لاهوائية اختيارية.

إلى اليمين:

  • أ هو اللاهوائية الاختيارية
  • B عبارة عن أيروبي (microaerophilic)
  • C هو اللاهوائية

مرق ثيوجليكولات

حدد المكان الذي يحدث فيه أكبر قدر من النمو في عمود السائل - أعلى ، وأسفل ، ومن أعلى إلى أسفل. لا تهزه! كيف يمكنك تحديد ما إذا كانت البكتيريا هوائية أم لا هوائية أم لا هوائية اختيارياً؟


الهوائية مقابل. البكتيريا اللاهوائية

في مقالة BiologyWise هذه ، قمنا بطرح الاختلافات بين البكتيريا الهوائية واللاهوائية من أجل تسهيل فهم خصائصها.

في مقالة BiologyWise هذه ، قمنا بطرح الاختلافات بين البكتيريا الهوائية واللاهوائية من أجل تسهيل فهم خصائصها.

في علم الأحياء الدقيقة ، تكون البكتيريا كائنات وحيدة الخلية أو غير خلوية ، وتتميز عادةً بقدرتها على التكاثر عن طريق الانشطار. تأتي بأشكال مختلفة ، مع الشكل الحلزوني وشكل القضيب والشكل الكروي الأكثر شيوعًا. على الرغم من أنها غالبًا ما تعتبر نباتات ، إلا أن حقيقة أنها لا تحتوي على الكلوروفيل تميزها عن النباتات الطبيعية.

هل تود الكتابة لنا؟ حسنًا ، نحن نبحث عن كتاب جيدين يريدون نشر الكلمة. تواصل معنا وسنتحدث.

يتم تجميع الأنواع المختلفة من البكتيريا في فئتين.

» البكتيريا الهوائية
» البكتيريا اللاهوائية

في حين أن الاختلاف الأساسي بين الاثنين ، هو أن الأول يزدهر في بيئة مؤكسجة والأخيرة في بيئة تتميز بغياب الأكسجين ، توجد أيضًا اختلافات أخرى لا يمكن تجاهلها.

البكتيريا الهوائية

هذه هي أنواع البكتيريا التي تتطلب الأكسجين لبقائها الأساسي ونموها وعملية التكاثر. من السهل جدًا عزل هذه البكتيريا عن طريق زراعة كتلة من السلالات البكتيرية في وسط سائل. نظرًا لأنهم يحتاجون إلى الأكسجين للبقاء على قيد الحياة ، فإنهم يميلون إلى الظهور على السطح في محاولة للحصول على أقصى قدر من الأكسجين المتاح.

أمثلة على البكتيريا الهوائية.
» عصية
» نوكارديا

البكتيريا اللاهوائية

يشار إليها أيضًا باسم اللاهوائية ، وهي أنواع البكتيريا التي لا تتطلب أكسجين للنمو. هناك أنواع مختلفة من الأنواع اللاهوائية ، بما في ذلك اللاهوائية اللاهوائية ، والتي يمكن أن تعيش في وجود الأكسجين ، وتلزم اللاهوائية ، والتي يمكن & # 8217t البقاء على قيد الحياة في وجود الأكسجين.

أمثلة على البكتيريا اللاهوائية.

» الإشريكية القولونية
» باكتيرويدس

مقابل البكتيريا الهوائية. البكتيريا اللاهوائية

هل تود الكتابة لنا؟ حسنًا ، نحن نبحث عن كتاب جيدين يريدون نشر الكلمة. تواصل معنا وسنتحدث.

كما ذكرنا سابقًا ، فإن أبرز نقاط الاختلاف بين هذين الأمرين ، هو حقيقة أن البكتيريا الهوائية تتطلب الأكسجين للبقاء على قيد الحياة ، بينما لا تحتوي البكتيريا اللاهوائية على & # 8217t. يمكن أن يعزى ذلك إلى حقيقة أن الأنواع الهوائية لديها القدرة على إزالة السموم من الأكسجين. في المقابل ، تفتقر الأنواع اللاهوائية إلى القدرة على تكسير جزيئات الطعام بشكل كافٍ مثل نظيراتها الهوائية.

بينما يمكن أن تنمو البكتيريا اللاهوائية في الأماكن التي لا يتوفر فيها الأكسجين ، إلا أنه لا يمكن للأنواع الهوائية القيام بذلك. هذا يعني أن هذه الأنواع يمكن أن تنمو أيضًا في أجزاء من جسم الإنسان حيث تكون كمية الأكسجين التي يتم توفيرها منخفضة جدًا. على سبيل المثال ، توجد أيضًا بعض الأمثلة على البكتيريا التي يمكن أن تنمو في الأمعاء ، أي القناة الهضمية بين المعدة والشرج.

من حيث التنفس ، تستخدم البكتيريا الهوائية الأكسجين في عملية التمثيل الغذائي للطاقة ، بينما البكتيريا اللاهوائية لا تحتوي على & # 8217t ، وبالتالي ، فإن الأولى لها ميزة من حيث كمية الطاقة المنتجة. عندما يتم جمع هذين النوعين من البكتيريا في وسط سائل ، فإن الأنواع الهوائية تأتي إلى سطح الوسط من أجل امتصاص أكبر قدر ممكن من الأكسجين ، بينما تستقر الأنواع اللاهوائية في القاع لتجنب ذلك.

بخلاف هذين النوعين ، يوجد نوع آخر من البكتيريا - البكتيريا الاختيارية. هذه الأنواع ، التي تقوم بالتنفس الهوائي بوجود الأكسجين ، تميل أيضًا إلى التحول إلى عملية التخمير في غياب الأكسجين. بمعنى آخر ، البكتيريا الاختيارية قادرة على التكيف مع مجموعة من الظروف.

المنشورات ذات الصلة

تتطلب البكتيريا الهوائية الأكسجين لأداء التنفس الخلوي واستخراج الطاقة من أجل البقاء. باختصار ، تنمو البكتيريا الهوائية وتتكاثر بوجود الأكسجين فقط. لمعرفة المزيد عن & hellip

يتم تصنيف البكتيريا إلى مجموعتين - الهوائية واللاهوائية ، بناءً على متطلبات الأكسجين. يمكن للبكتيريا اللاهوائية البقاء على قيد الحياة دون وجود الأكسجين. سنناقش هذا hellip

هناك نوعان رئيسيان من التنفس: الهوائية واللاهوائية. ستمنحك هذه المقالة فهمًا جيدًا لهاتين العمليتين ، كما تسرد الاختلافات الرئيسية بينهما.


تقييم KLa (معامل انتقال الأكسجين) و ndash 6 طرق

تُعرف الطريقة الكيميائية باسم طريقة أكسدة الكبريتيت.

يتضمن تحديد الحد الأقصى لمعدل أكسدة كبريتات الصوديوم إلى كبريتات الصوديوم في وجود c0so4 أو CuSO4 محفز ، حيث لا يوجد ضغط رجعي للأكسجين المذاب.

يكون التفاعل مستقلاً عن تركيز الكبريتيت في النطاق من 0.8 م إلى 0.02 م عادةً ، ويستخدم 0.5-0.8 م محلول كبريتيت الصوديوم عند درجة الحموضة 7.5-7.8 في Kإلتصميم. يتبع مسار الأكسدة تحليل تركيز الكبريتيت غير المتفاعل ، باستخدام الفائض من اليود القياسي ، ومعايرة اليود غير المتفاعل بمحلول ثيوسلفات الصوديوم.

ردود الفعل المعنية هي:

2. طريقة الغازات التفاضلية الديناميكية (DDGO):

تعتمد هذه الطريقة ، التي طورها Bandyopadhyay وآخرون ، على تتبع تتبع DO أثناء انقطاع قصير للتهوية في نظام التخمير. هناك حاجة فقط إلى مجس DO سريع الاستجابة وقابل للتعقيم للحصول على البيانات اللازمة.

يتضمن الإجراء التجريبي تفريغ (إيقاف الهواء) من هريس تخمير يتنفس بنشاط لتسجيل الانخفاض في تركيز الأكسجين المذاب بسبب التنفس وللحصول على معدل امتصاص الأكسجين من قبل كتلة الخلية الكلية. قبل الوصول إلى تركيز الأكسجين المذاب الحرج للكائن الحي ، يتم استئناف التهوية ويتم تسجيل الزيادة في تركيز الأكسجين المذاب كدالة للوقت. يتم قياس معدل تغير تركيز الأكسجين المذاب من هذا التتبع. عندما يتم إطفاء الهواء ،

3. طريقة الغازات المتكاملة الديناميكية (DIGO):

تم استخدام طريقة التفاضل بالغاز على نطاق واسع ، ولكنها قد تتضمن العديد من نقاط الضعف. لتحسين بعض نقاط الضعف هذه ، فوجيو وآخرون. طورت تقنية ديناميكية متكاملة للتخلص من الغازات تعتمد على طريقة الغازات التفاضلية. في الأساس ، الإجراء التجريبي هو نفسه كما في الطريقة السابقة.

ومع ذلك ، في حالة انخفاض تركيز الأكسجين المذاب في التوازن في الزراعة الميكروبية ، إذا أخذ المرء شكل المعادلة المتكامل. 5.71 ، سيتم توفير قيم أكثر دقة لـ rCx و DCإل/ dt ، وبالتالي لـ K.إلأ. قيمة rCx في المعادلة 5.71 يمكن اعتبار أن لها قيمة ثابتة خلال فترة زمنية قصيرة. عن طريق إعادة ترتيب المعادلة ، يمكن للمرء أن يكتب

ر -1) يعطي خطًا مستقيمًا يتنبأ ميله مباشرة بـ Kإلأ. ستكون القيمة العددية لـ B & # 8217 مساوية لتركيز التوازن لـ DO في المرق تحت الزراعة الهوائية. قيم rCx و B & # 8217 من تتبع D O عن طريق إجراء التجربة كما في طريقة Bandyopadhyay et al.

4. طريقة توازن الأكسجين (OB):

يرى بعض الباحثين أن توازن الأكسجين في النظام بأكمله هو أفضل طريقة لتقييم Kإلأ في المخمرات ، لأنه لا توجد حاجة إلى افتراض تأثير الخلية ، والعوامل النشطة السطحية ، واللزوجة ، وما إلى ذلك. استنادًا إلى مفهوم توازن الأكسجين ، طور Mukhopadhyay و Ghose ارتباطًا رياضيًا خطيًا بين تركيز الأكسجين المذاب ونسبة الأكسجين في مدخل وخروج الهواء من المخمر المختبر الذي ينطلق منه Kإليمكن تحديد a بسهولة وبسرعة كبيرة ، كما هو موضح أدناه.

عندما يتم نفخ الهواء في هريس التخمير ، يتم إذابة جزء من الأكسجين الموجود في الهواء الداخل في السائل ، حيث تمتص الكائنات الحية الدقيقة الأكسجين من أجل التنفس وأنشطة التمثيل الغذائي ، ويخرج الأكسجين غير الممتص مع الغاز الخارج. بافتراض أنه أثناء التخمير لا تتغير كثافة الهواء في الهواء الداخل والخارج بشكل ملحوظ ، فإن معدل تدفق الهواء الداخل يساوي معدل التدفق الخارج (أي أن انخفاض الضغط في الوعاء منخفض جدًا وفقدان التبخر للوسط لا يكاد يذكر) ، يمكن للمرء أن يصنع توازنًا للأكسجين في نظام المعالجة الحيوية الهوائية في أي وقت ويمكن أن يكتب:

5. الطريقة الأنزيمية (GGO):

بناءً على نظرية هاينكن ، طور Linek وشركاؤه & # 8216 طريقة ديناميكية لتحديد K.إلأ في المخمر باستخدام نظام الجلوكوز الجلوكوز أوكسيديز (GGO). بافتراض امتصاص الأكسجين في المرحلة السائلة كتفاعل من الدرجة الأولى بالإضافة إلى ظروف خلط مثالية ، يتم إعطاء معدل امتصاص الأكسجين في نظام GGO في تشتت مهيج ميكانيكيًا (MAD) للغاز من خلال:

قيم ب2 ويمكن الحصول على k من قطعة الأرض (1 & # 8211 r & # 8217) مقابل قيم Kt ، مع B2 كمعلمة. يتم الحصول على قيمة Z من قراءات مسبار الإنزيم عن طريق وضع المسبار في تيار الغاز من المخمر وفي نظام GGO تحت حالة مستقرة. للتوضيح ، تم تقديم مؤامرة التركيز الفعلي في نظام GGO وقراءة مسبار الأكسجين في الأدبيات.

6. مزايا وعيوب الأساليب:

أنا. حدود الطريقة الكيميائية:

الطريقة الكيميائية تعاني من قيود خطيرة تقيد استخدامها في تحديد K.إلأ في العديد من النظم الكيميائية والميكروبية. القيد الأساسي هو أن محلول الكبريتيت المائي لا يحاكي بشكل كاف هروسات التخمير في العديد من الخصائص ، والتي يمكن أن تؤثر بشدة على معامل نقل الكتلة على سبيل المثال اللزوجة ووجود العوامل النشطة السطحية وتركيز الذائبة ووجود الخلايا الميكروبية. من الشائع بالنسبة للتخمر الفطري شديد اللزوجة أن يظهر K.إلأقل بكثير مما توقعته هذه الطريقة.

تشير التحقيقات في الأنظمة المقتطعة مع / بدون تقليب ميكانيكي وكذلك في خلية نقل مقلبة دون تجنيب إلى أن الامتصاص الفيزيائي هو عملية التحكم في المعدل في الأنظمة المحفزة بالنحاس في حالة Kإل أكبر من 3 × 10 -4 م ج -1. يمكن استخدام هذا لتحديد أنواع المعدات والظروف التي يمكن للطريقة أن تعطي تقييمات صحيحة لخصائص نقل الكتلة المطبقة على عمليات التخمير والأنظمة الأخرى التي يتم فيها التحكم في معدل الامتصاص ماديًا.

كان من الممكن أيضًا مقارنة المعاملات المحددة بهذه الطريقة مع تلك المحددة في مزارع الإشريكية القولونية التي تنمو في عمود غير مقلب ومقتصد. تشير هذه النتائج إلى أن K.إلa تزداد مع توسع تركيز الخلية ، ربما بسبب تأثيرات المواد الصلبة العالقة على الظروف الهيدروديناميكية بالقرب من السطح البيني الغازي / السائل.

تم تطبيق هذه الطريقة أيضًا لتحديد المناطق البينية ، ويعتمد هذا التطبيق على معدل التحكم في التفاعل. بين طرفي أنظمة التحكم في الانتشار والتفاعل ، توجد منطقة انتقالية لا يمكن فيها تطبيق طريقة الكبريتيت لأي غرض. يتم الإبلاغ عن نتائج هذه الطريقة بشكل متكرر على أنها تعتمد على اختيار المحفز.

يرتبط عيب هذه الطريقة للتطبيق في النظام الحيوي أيضًا بالصعوبات في استخدامه للوسائط الحيوية الملونة.

مزايا طريقة DDGO هي كما يلي:

(1) يتجنب قيود الهريس غير القابل للتنفس

(2) يقيس K.إلأ في نظام التخمير الفعلي بحيث يكون عدد الافتراضات المطلوبة أقل

(3) نتائج هذه الطريقة متسقة داخليًا ، حيث يتم استخدام جهاز قياس واحد فقط (أي مسبار DO) و

(4) الطريقة بسيطة للغاية.

ومع ذلك ، فقد تمت الإشارة إلى العديد من عيوب الطريقة ، بما في ذلك:

(1) قابليته للتطبيق على التخمر الفطري اللزج أمر مشكوك فيه

(2) يفترض انفصالًا سريعًا لفقاعات الهواء عن الهريس عند إنهاء التهوية (وهو ما لا يحدث عادةً مع الهريس غير النيوتوني عالي اللزوجة)

(3) بالنسبة لبعض الأنظمة (غير النيوتونية) ، فإنه يعطي قيم امتصاص أكسجين منخفضة بشكل ملحوظ

(4) في حالة انخفاض تركيز الأكسجين المذاب في التوازن في الزراعة الميكروبية ، فإن هذه الطريقة تعطي قيمًا غير دقيقة لـ RCx و تيار مستمرإل/ د

(5) يجب حساب المشتق الزمني لتركيز الأكسجين المذاب من تتبع DO (والذي قد يتضمن خطأ أثناء الحسابات) ،

(6) عند التنفس العالي ، يكون القياس الدقيق بحد ذاته صعبًا و

(7) لزراعة الخلايا المعاد تصميمها وراثيًا ، قد يكون التفريغ العابر ضارًا.

هذه الطريقة أيضًا لها حدودها ، نظرًا لحقيقة أنها تقاطع العملية أيضًا لفترة من الوقت. بالنسبة للأنظمة الحيوية عالية الاستجابة مثل معالجة الخلايا الحيوية المعدلة وراثيًا أو المعاد تصميمها ، قد يكون هذا غير مرغوب فيه.

نظرًا لأن هذه الطريقة لا تقطع المعالجة الحيوية بأي شكل من الأشكال ، يجب تحديد آثار تركيز الأكسجين المذاب ونسبة الأكسجين في الهواء الداخل وغاز الخروج فقط حتى نهاية المرحلة اللوغاريتمية للنمو. الحساب ليس له مجال لدمج الأخطاء ، فهو سهل ، والقيمة أكثر واقعية. كما أنه يعطي نتيجة أفضل للنظام الحيوي للخلية المؤتلفة.

لا تحتاج هذه الطريقة إلى أي معرفة ببيانات قابلية ذوبان الأكسجين في سائل المعالجة الحيوية أثناء التقدير. ومع ذلك ، الحساب عرضة لدمج الأخطاء. تعاني هذه الطريقة من حقيقة أنها تعتبر نظامًا لا يتنفس ولا يمكن محاكاته بالتخمير الفعلي. شرط عدم وجود طلب للتنفس أثناء K.إليفرض القرار استخدام إما الهريس غير الملقح ، أو إنهاء التنفس في وقت معين إما بالبسترة أو بسم تنفسي. وهكذا ، فإن K.إليتم قياس أ في ظل ظروف اصطناعية.


ما هو التنفس اللاهوائي؟

التنفس اللاهوائي هو عملية تنتج فيها الكائنات الحية الطاقة في غياب الأكسجين. تخبرك مقالة BiologyWise هذه عن جميع خطوات التنفس اللاهوائي بالتفصيل.

التنفس اللاهوائي هو عملية تنتج فيها الكائنات الحية الطاقة في غياب الأكسجين. تخبرك مقالة BiologyWise هذه عن جميع خطوات التنفس اللاهوائي بالتفصيل.

  • بسبب التنفس اللاهوائي في بعض النباتات والخميرة ، يتم إنتاج الإيثانول ، والذي يشكل أساسًا للكحول المستهلك.
  • في الخبز ، يرتفع الخبز بسبب التنفس اللاهوائي للخميرة وثاني أكسيد الكربون2.

التنفس هو عملية مهمة في الحياة. إنه مسار كيميائي حيوي يطلق الطاقة من الروابط الكيميائية في الجلوكوز ، وبالتالي ، تُستخدم هذه الطاقة لأداء الوظائف الأساسية الأخرى للحياة. كل خلية حية تتبع التنفس الخلوي. يمكن إجراء التنفس الخلوي من خلال مسارين مختلفين. يسمى التنفس الخلوي الذي يحدث في وجود الأكسجين التنفس الهوائي ، والذي يحدث في غياب الأكسجين هو التنفس الخلوي اللاهوائي.

هل تود الكتابة لنا؟ حسنًا ، نحن نبحث عن كتاب جيدين يريدون نشر الكلمة. تواصل معنا وسنتحدث.

في الخلايا بدائية النواة ، يتم تنفيذ خطوات التنفس الخلوي داخل السيتوبلازم والأسطح الداخلية للخلايا. في حالة الخلايا حقيقية النواة ، فإن الميتوكوندريا هي موقع إنتاج الطاقة. يتم إنتاج الطاقة في شكل ATP (Adenosine Triphospahate).

المنتج الثانوي في التنفس الخلوي هو ثاني أكسيد الكربون2. ترتبط هذه النفايات الأيضية بالماء وتشكل حمض الكربونيك الضروري للحفاظ على درجة الحموضة في الدم. إذا كان CO2 فائض ، سوف يخفض الرقم الهيدروجيني. لذلك ، فإن فائض ثاني أكسيد الكربون2 يتم إزالته من الجسم بانتظام. كان هذا وصفًا موجزًا ​​للتنفس الهوائي.

عملية التنفس الخلوي اللاهوائي هي الدورة الوحيدة لإنتاج الطاقة للعديد من البكتيريا اللاهوائية. تقوم العديد من الخلايا حقيقية النواة أيضًا بتشغيل عملية التنفس اللاهوائي في حالة انخفاض إمداد الأكسجين. أفضل مثال على هذه العملية في الخلايا حقيقية النواة هو عضلات الإنسان. دعونا نرى ذلك من خلال المثال التالي:

عندما نمارس الرياضة ، يستجيب جسمنا للعضلات العاملة من خلال توفير المزيد من الأكسجين. في وجود الأكسجين ، يتم تكسير الجلوكوز إلى ثاني أكسيد الكربون والماء. ولكن عندما نتبع أنشطة خارجية ، ينخفض ​​مستوى الأكسجين في الأنسجة العضلية. هذا لأن العرض لا يلبي الطلب. ينتج عن هذا الأكسجين منخفض المستوى التنفس اللاهوائي للخلايا ، وهناك تراكم حمض اللاكتيك لتوفير جزيئات ATP التي تشتد الحاجة إليها للوظائف الخلوية. هذا يجعل عضلاتك متعبة ، وقد تعاني من تقلصات.

في عملية التنفس اللاهوائي ، يعتبر تحلل السكر ، وهو الخطوة الأولى ، هو التنفس الخلوي الهوائي. تنتج هذه الخطوة جزيئين من ATP. منتج تحلل السكر هو البيروفات التي تستخدم في التخمر اللاهوائي للتنفس. يساعد التخمير اللاهوائي للتنفس هذا في إنتاج الإيثانول والنيكوتيناميد Adenine Dinucleotide (NAD +) أو لإنتاج اللاكتات و NAD +. يعد إنتاج NAD + ضروريًا جدًا حيث يستخدمه تحلل السكر ، وإذا استنفد NAD + ، فسيؤدي ذلك إلى موت الخلايا. تتبع عملية التنفس اللاهوائي دورة كريبس وتحدث في سائل السيتوبلازم. يحدث إنتاج الطاقة الرئيسي للتنفس الهوائي في الميتوكوندريا. تضيع الكثير من الطاقة في شكل جزيئات الإيثانول واللاكتات حيث لا يمكن للخلية الاستفادة منها. بدلاً من ذلك ، يفرزون هذه المنتجات كنفايات. يحدث التنفس اللاهوائي على شكل مسارين ، التخمر الكحولي وتخمير حمض اللاكتيك. فيما يلي المعادلة الكيميائية للتنفس اللاهوائي:

التنفس اللاهوائي أقل كفاءة من التنفس الهوائي. هناك العديد من الإنزيمات والجزيئات التي تشارك في المسار اللاهوائي.

المنشورات ذات الصلة

هناك نوعان رئيسيان من التنفس: الهوائية واللاهوائية. ستمنحك هذه المقالة فهمًا جيدًا لهاتين العمليتين ، كما تسرد الاختلافات الرئيسية بينهما.

تساعد معادلة التنفس الخلوي في حساب إطلاق الطاقة عن طريق تكسير الجلوكوز في وجود الأكسجين في الخلية. إذا كنت تبحث عن معلومات و hellip

التنفس الخلوي ضروري لاستمرار الحياة على المستوى الخلوي. توفر لك مقالة BiologyWise هذه الرسم التخطيطي وبعض المعلومات الموجزة. الق نظرة!


الملخص

نشأت حقيقيات النوى منذ حوالي 1.6 مليار سنة ، في وقت كانت فيه مستويات الأكسجين منخفضة جدًا على الأرض ، سواء في الغلاف الجوي أو في المحيط. وفقًا للبيانات الجيوكيميائية الأحدث ، ارتفع الأكسجين إلى مستوياته الجوية الحالية تقريبًا في وقت متأخر جدًا من التطور ، ربما في وقت متأخر من أصل النباتات الأرضية (منذ حوالي 450 مليون سنة فقط). لذلك فمن الطبيعي أن العديد من سلالات حقيقيات النوى تؤوي وتستخدم الإنزيمات من أجل استقلاب الطاقة المستقل عن الأكسجين. تقدم هذه الورقة لمحة موجزة عن استقلاب الطاقة اللاهوائية في حقيقيات النوى مع التركيز على استقلاب الطاقة اللاهوائية في الميتوكوندريا. نتطرق أيضًا إلى الافتراض السائد بأن الأكسجين يحسن حالة الطاقة الإجمالية للخلية. في حين أنه من الصحيح أن إنتاج ATP من الجلوكوز أو الأحماض الأمينية يزداد في وجود الأكسجين ، فمن الصحيح أيضًا أن تخليق الكتلة الحيوية يكلف ثلاثة عشر ضعفًا من الطاقة لكل خلية في وجود الأكسجين عنها في ظروف نقص الأكسجين. هذا بسبب تفاعل الكتلة الحيوية الخلوية مع O2، يكمن التوازن بعيدًا جدًا عن جانب ثاني أكسيد الكربون2. يوفر غياب الأكسجين فوائد حيوية بنفس حجم وجود الأكسجين. البيئات اللاهوائية ومنخفضة الأكسجين قديمة. أثناء التطور ، تخصصت بعض حقيقيات النوى في الحياة في البيئات المؤكسدة بشكل دائم (الحياة على الأرض) ، وظلت حقيقيات النوى الأخرى متخصصة في الموائل منخفضة الأكسجين. نقترح أن يكون حرف K.م من السيتوكروم الميتوكوندريا ج أوكسيديز 0.1-10 ميكرومتر لـ O2، والذي يتوافق مع حوالي 0.04٪ - 4٪ (متوسط ​​0.4٪) من الغلاف الجوي الحالي O2 مستويات ، يعكس البيئية O2 التركيزات التي كانت موجودة في الوقت الذي نشأت فيه حقيقيات النوى.


وسائط الثقافة لزراعة البكتيريا اللاهوائية: 4 أنواع

توضح النقاط التالية أهم أربعة أنواع من وسائط الاستنبات المستخدمة في زراعة البكتيريا اللاهوائية. وسيلة الثقافة هي: 1. وسائط الثقافة اللاهوائية الخاصة 2. الغرفة اللاهوائية 3. الحقائب أو الأكياس اللاهوائية 4. الجرار اللاهوائية.

اكتب رقم 1. وسائط الثقافة اللاهوائية الخاصة (الوسائط المُنتقاة):

من بين جميع الطرق المتاحة لزراعة البكتيريا اللاهوائية ، فإن استبعاد الأكسجين من الوسط هو أبسط طريقة. أثناء التحضير ، يتم غلي وسيط المزرعة السائل عن طريق الاحتفاظ به في ماء مغلي لمدة 10 دقائق للتخلص من معظم الأكسجين المذاب.

سرعان ما تصبح الوسائط السائلة هوائية وبالتالي يضاف عامل الاختزال (على سبيل المثال ، السيستين 0.1٪ ، حمض الأسكوربيك 0.1٪ ، ثيوجليكولات الصوديوم 0.1٪) ، لزيادة خفض محتوى الأكسجين.

خالية من الأكسجين N2 من خلال الوسط للحفاظ على الحالة اللاهوائية. يتم بعد ذلك توزيع الوسيط في أنابيب ، يتم إغلاقها بإحكام وتعقيمها عن طريق التعقيم بالبخار المضغوط. يمكن تخزين هذه الأنابيب لعدة أشهر قبل استخدامها. أثناء التلقيح ، يتم شطف الأنابيب باستمرار باستخدام ثاني أكسيد الكربون الخالي من الأكسجين2 عن طريق قنية الغاز ، التي أعيد إقفالها ، وحضنت (الشكل 16.18).

مرق اللحم المطبوخ (وسط CMB الأصلي المعروف باسم & # 8216Robertson & # 8217s قلب الثور متوسط ​​& # 8217) له مكانة خاصة في علم البكتيريا اللاهوائية ، ومرق الثيوجليكولات وتعديلاته مفيدة أيضًا. يعد CMB مناسبًا لنمو البكتيريا اللاهوائية في الهواء وأيضًا للحفاظ على مزارع مخزونها.

يتم إدخال لقاح البكتيريا في عمق الوسط عند ملامسة اللحم. توضع جزيئات اللحم في زجاجات 30 مل على عمق حوالي 2.5 سم ومغطاة بحوالي 15 مل مرق.

ومع ذلك ، فإن بعض الوسائط الأخرى التي يمكن استخدامها لاستعادة اللاهوائية هي بروسيلا أجار الدم ، وأجار إيسكولين الصفراوي Bacteroides ، وأجار كحول فينيلثيل ، وأجار الدم كاناميسين ، وما إلى ذلك للبكتيريا اللاهوائية متطلبات غذائية خاصة لفيتامين K ، وخلاصة الهيمين والخميرة ، وجميع المواد الأولية. يجب أن تحتوي وسط عزل اللاهوائية على هذه المكونات الثلاثة.

نوع # 2. الغرفة اللاهوائية:

الغرفة اللاهوائية هي نظام حضانة لاهوائي مثالي ، والذي يوفر بيئة خالية من الأكسجين لتلقيح الوسائط وحضانة الثقافات. يشير إلى علبة القفازات البلاستيكية اللاهوائية التي تحتوي على جو من H.2، CO2، ون2. يستخدم المشغل منافذ القفازات والقفازات المطاطية لإجراء عمليات التلاعب داخل الحجرة. يوجد قفل هوائي بأبواب داخلية وخارجية.

يتم وضع وسائط الثقافة داخل قفل الهواء مع الباب الداخلي. تتم إزالة هواء الغرفة عن طريق وصلة مضخة تفريغ واستبدالها بـ N2 من خلال الأبواب الخارجية.

يتم الآن نقل وسائط الثقافة من قفل الهواء إلى الغرفة الرئيسية ، والتي تحتوي على جو من H2، CO2، ون2. يقوم جهاز دائري مثبت في الغرفة الرئيسية بتدوير الغلاف الجوي للغاز من خلال حبيبات من محفز البلاديوم مما يتسبب في أي بقايا O2 الموجودة في وسائط الثقافة لاستخدامها عن طريق التفاعل مع H.2.

عندما تصبح وسائط الاستنبات لاهوائية تمامًا ، يتم تلقيحها بالثقافة البكتيرية وتوضع في حاضنة مثبتة داخل الغرفة. وظيفة CO2 الموجود في الغرفة هو أنه مطلوب من قبل العديد من البكتيريا اللاهوائية لنموها الأفضل. يوجد تمثيل تخطيطي للغرفة اللاهوائية يوضح أجزائها المختلفة في الشكل .16.19.

نوع # 3. الحقائب أو الأكياس اللاهوائية:

تصنع الأكياس أو الأكياس اللاهوائية حاويات ملائمة عندما يتم تحضين عينات قليلة لا هوائية. كانت متوفرة تجاريا. تحتوي الأكياس أو الأكياس على نظام لإزالة الأكسجين يتكون من محفز وكربونات الكالسيوم لإنتاج ثاني أكسيد الكربون اللاهوائي2- أجواء غنية.

يتم وضع لوح أو لوحين مُلقحين في الكيس ويتم تنشيط نظام إزالة الأكسجين ويتم غلق الكيس واحتضانه. يمكن فحص الصفائح من أجل النمو دون إزالة الصفائح من الكيس ، وبالتالي دون تعريض المستعمرات للأكسجين.

ولكن كما هو الحال مع الجرة اللاهوائية ، يجب إزالة اللوحات من الأكياس من أجل العمل مع المستعمرات على مقاعد البدلاء. هذه الأكياس مفيدة أيضًا في نقل عينة الخزعة للمزارع اللاهوائية.

نوع # 4. الجرار اللاهوائية (أو نظام GasPak اللاهوائي):

عندما يكون الجو الخالي من الأكسجين أو اللاهوائي مطلوبًا للحصول على نمو سطح للبكتيريا اللاهوائية ، فإن الجرار اللاهوائية هي الأنسب. الجرة اللاهوائية الأكثر موثوقية والأكثر استخدامًا هي جرة Melntosh-Fildes & # 8217 اللاهوائية. إنه وعاء أسطواني مصنوع من الزجاج أو المعدن بغطاء معدني ، يتم تثبيته بإحكام في مكانه بواسطة مشبك (الشكل 16.20).

يحتوي الغطاء على أنبوبين مع صنابير ، أحدهما يعمل كمدخل للغاز والآخر كمخرج. يحمل على سطحه كيس من الشاش يحمل كريات البلاديوم ، والتي تعمل كمحفز لدرجة حرارة الغرفة لتحويل الهيدروجين والأكسجين إلى ماء. تعمل كريات البلاديوم كعامل مساعد ، طالما ظل الكيس جافًا.

توضع لوحات الاستنبات الملقح داخل الجرة ويتم إحكام الغطاء بإحكام. يتم توصيل أنبوب المخرج بمضخة تفريغ ويتم تفريغ الهواء بداخله. يتم بعد ذلك إغلاق صنبور المخرج وتوصيل أنبوب مدخل الغاز بمصدر إمداد بالهيدروجين. يتم سحب الهيدروجين بسرعة. بمجرد توقف تدفق غاز الهيدروجين ، يتم إغلاق أنبوب المدخل أيضًا.

بعد حوالي 5 دقائق يتم فتح أنبوب الدخول. يحدث مرة أخرى تدفق فوري للهيدروجين لأن المحفز يخلق ضغطًا منخفضًا داخل الجرة بسبب تحويل الهيدروجين والأكسجين المتبقي إلى ماء.

إذا لم يكن هناك تدفق للهيدروجين ، فهذا يعني أن المحفز غير نشط ويجب استبداله. تُترك الجرة متصلة بمصدر الهيدروجين لمدة 5 دقائق تقريبًا ، ثم يُغلق أنبوب الإدخال ويتم وضع الجرة في الحاضنة. سيستمر التحفيز حتى يتم استهلاك كل الأكسجين الموجود في الجرة.

يعتبر gasPak الآن الطريقة المفضلة لتحضير الجرة اللاهوائية. يتوفر gasPak تجاريًا كغلاف يمكن التخلص منه يحتوي على مواد كيميائية ، والتي تولد الهيدروجين وثاني أكسيد الكربون عند إضافة الماء. بعد حفظ الألواح الملقحة في الجرة ، يتم وضع مغلف gasPak المضاف إليه الماء بالداخل ويتم تثبيت الغطاء بإحكام.

يتم تحرير الهيدروجين وثاني أكسيد الكربون ويسمح وجود محفز بارد في الغلاف بدمج الهيدروجين والأكسجين لإنتاج بيئة لاهوائية.

الميزة البارزة لنظام gasPak هي غلاف مولد الغاز القابل للتصرف ، والذي يلغي الحاجة إلى مضخة فراغ وأسطوانات من الغاز المضغوط ، وبالتالي فإن تشغيل الجرة سريع وبسيط للغاية. نظرًا لأن الغاز القياسي لا يتم تفريغ جرة باك قبل الاستخدام ، يتم تكوين كمية كبيرة نسبيًا من الماء أثناء التحفيز.

يجب استخدام مؤشر للتحقق من الحالة اللاهوائية في الجرة ولهذا الغرض يتم استخدام الميثيلين الأزرق بشكل عام. عندما يتم وضعه في بيئة لاهوائية ، يتم تقليله من شكله المؤكسد الملون إلى مركب leuco عديم اللون.

إن إزالة ألواح الاستنبات من الجرة للفحص المجهري هو العيب الرئيسي لأي نظام جرة لاهوائية. هذا ، بالطبع ، يؤدي إلى تعرض المستعمرين للأكسجين ، وهو أمر خطير بشكل خاص على اللاهوائيين خلال أول 48 ساعة من نموهم. لهذا السبب ، يجب دائمًا استخدام نظام احتجاز خالي من الأكسجين مع الجرار اللاهوائية.

يجب إزالة ألواح الاستنبات من البرطمان ووضعها في نظام الإمساك الخالي من الأكسجين. من هناك يجب إزالتها واحدة تلو الأخرى للفحص المجهري السريع للمستعمرات ، ثم إعادتها بسرعة إلى نظام الحجز. يجب ألا تبقى الألواح في هواء الغرفة على المقعد المفتوح.


التنوع ، والبيئة ، والتأثير البيوجيوكيميائي للكائنات الدقيقة المثبتة لـ N2 في البحر

ماثيو تشيرش ، دانييلا بوتجر ، في موسوعة التنوع البيولوجي (الطبعة الثانية) ، 2013

التنوع الأيضي والفسيولوجي

تشمل الديازوتروفات المحيطية الأيروبس واللاهوائية ، والتغذية الضوئية والتغذية الكيميائية ، والتغذية الذاتية والتغذيات ، بالإضافة إلى أنماط هجينة مختلفة من التمثيل الغذائي. عملية N. 2 يتطلب التثبيت ارتفاعًا في الطلب على الطاقة وتقليل الطاقة ويعرض حساسية شديدة لـ O2. يضع التخليق الحيوي للنيتروجيناز المعدني متطلبات غذائية فريدة لهذه الخلايا ، بما في ذلك متطلبات المعادن النزرة المحددة التي غالبًا ما توجد في تركيزات منخفضة بشكل متلاشي في البحر. علاوة على ذلك ، في العديد من الكائنات الحية وجود الأمونيوم (NH4 +) يقمع N.2 التثبيت بسبب التنظيم النسخي وما بعد الترجمة للنيتروجيناز. إن المطالب الصارمة إلى حد ما التي يفرضها نمط الحياة الديازوتروفي تضيق إلى حد كبير نافذة المساحات المتخصصة المتاحة القادرة على دعم نمو هذه الكائنات الحية. بعض من أبرز الأمثلة على التنويع الفسيولوجي بين الكائنات البحرية N2 تم العثور على المثبتات في طريقة اكتساب الطاقة وحصاد العناصر الغذائية وحماية النيتروجيناز من O2، مما يشير إلى أن هذه القوى الانتقائية عامل بارز في تشكيل التاريخ التطوري لهذه الكائنات الحية.

بالنظر إلى متطلبات الطاقة العالية نسبيًا لـ N2 عند التثبيت ، لا ينبغي أن يكون مفاجئًا أن نجد أن العديد من ديازوتروف المحيطات الأكثر شيوعًا تستخدم ضوء الشمس كمصدر وفير نسبيًا للطاقة في البحر. وتشمل هذه الكائنات الحية الضوئية اللاصقة والاختيارية والتغذيات العضوية الضوئية. ضوئي ضوئي أكسجين N2- تلقى علاج البكتيريا الزرقاء اهتمامًا كبيرًا ، حيث ركز الكثير من هذا على كيفية حماية هذه الكائنات الدقيقة للنيتروجيناز من O2 تطورت أثناء عملية التمثيل الضوئي (جالون ، 1992). تعتمد معظم هذه الكائنات على إحدى استراتيجيتين: (1) الفصل المكاني لعملية التمثيل الضوئي و N.2 التثبيت ، أو (2) الفصل الزمني لهذه العمليات (Paerl ، 1990). في حالة البكتيريا الزرقاء غير المتجانسة ، يقتصر النيتروجيناز على الكيسة غير المتجانسة ، وتفتقر هذه الخلايا المتخصصة غير النباتية إلى النظام الضوئي الثاني ولكنها تحتفظ بالنظام الضوئي الأول ، وبالتالي تمكين الفسفرة الضوئية الحلقية لتوفير الطاقة للوقود N2 التثبيت خلال ساعات النهار. بالإضافة إلى ذلك ، تحتفظ الأكياس غير المتجانسة بآلية التقويض اللازمة للاستهلاك الهوائي للكربوهيدرات التي توفرها الخلايا النباتية. ومن ثم ، عن طريق فصل التمثيل الضوئي مكانيًا عن N.2 التثبيت ، البكتيريا الزرقاء غير المتجانسة قادرة على إصلاح N بنشاط2 خلال النهار وفي الليل يمكن أن تستمر هذه الكائنات في إصلاح N2 بمعدل مخفض من خلال هدم المواد العضوية الثابتة التمثيل الضوئي (Stal and Zehr ، 2008). من غير الواضح ما إذا كانت هذه الاستراتيجية لـ N2 fixation might influence the establishment or maintenance of symbiotic interactions prevalent among oceanic heterocystous cyanobacteria and other photolithoautotrophs (e.g., diatoms).

Similar to heterocystous cyanobacteria, the nonheterocystous الترايكودسميوم also fixes N2 during the day coincident with photosynthetic production of O2. The mechanisms underlying the ability of الترايكودسميوم to fix N2 at the same time when it is also actively producing O2 through photolithoautrophic growth is the subject of continuing debate. Both photosynthesis and N2 fixation in الترايكودسميوم are regulated at the level of gene transcription through a tightly coordinated circadian rhythm moreover, الترايكودسميوم appears to adjust its respiratory rate to control intracellular O2 تركيزات. Two different hypotheses have emerged to explain how الترايكودسميوم fixes N2 during the day: (1) nitrogenase is spatially segregated into differentiated nonphotosynthetic cells similar to heterocysts, or (2) cells within الترايكودسميوم filaments cycle rapidly between N2 fixation and photosynthesis, thereby temporally separating N2 fixation and photosynthesis ( Stal and Zehr, 2008 ). To date, it remains unclear which of these strategies is utilized in support of N2 تثبيت.

Free-living, non-heterocystous photolithoautotrophs face additional challenges in protecting nitrogenase from O2 this is particularly acute for unicellular N2-fixing microorganisms where spatial isolation of N2 fixation and photosynthesis is not possible. Various groups of N2-fixing cyanobacteria have evolved the capacity to fix N2 at night in the absence of photosynthetic O2 production marine N2 fixers among the genera Crocosphaera, سيانوثيس, Lyngbya، و Gloethece all rely on temporal separation of N2 fixation and photosynthesis. These organisms fuel the energetic demands of N2 fixation via catabolism of photosynthetically fixed organic matter, a process that also consumes O2.

Although photolithoautotrophic cyanobacteria have received considerable attention for their role in ocean N2 fixation, recent discoveries suggest that some of the most abundant N2-fixing cyanobacteria rely on a rudimentary photoorganoheterotrophic metabolism. Reconstruction of the group A cyanobacterial genome revealed that these organisms lack photosystem II but retain photosystem I, suggesting these organisms harvest sunlight for energy but do not evolve O2 during photosynthesis ( Zehr وآخرون.، 2008). This discovery provides insight into the seemingly enigmatic observations that nitrogenase gene expression by group A peaks during the day ( Church وآخرون., 2005 ), contrasting the strategy of temporal separation of N2 fixation and photosynthesis observed in other unicellular cyanobacteria. The absence of photosystem II and the presence of photosystem I suggests N2 fixation by group A is coupled to energy harvested through cyclic photophosphorlyation without concomitant evolution of O2. The source of reductant needed for reducing N2 remains unknown but could include recycling of H2 or catabolism of organic matter.

Non-cyanobacterial marine N2 fixers include both aerobes and facultative and obligate anaerobes, and these organisms rely on diverse modes of acquiring energy and reductant such as chemoorganoheterotrophy, methanotrophy, and methanogensis. In the open sea, various strains of chemoorganoheterotrophic γ-proteobacteria have been isolated that fix N2 optimally under microaerobic or anaerobic conditions, including several strains belonging to the genera فيبريو, كليبسيلا، و الزائفة ( Zehr and Paerl, 2008 ). Although O2 concentrations in the upper ocean are generally at or even slightly above saturation relative to the atmosphere, low O2 niches for these organisms might exist within decomposing particles or within the guts of marine invertebrates. Other strategies employed by chemoheterotrophs for shielding nitrogenase from O2 include building gas-diffusion barriers around the cell. Several groups of aerobic chemoheterotrophs, including أزوتوباكتر, produce copious quantities of extracellular polysaccharides that, when combined with relatively high rates of respiration, appear to help minimize oxidative deactivation of nitrogenase ( Fenchel وآخرون.، 1998). Although little is known about the contribution of chemoorganoheterotrophs to oceanic N2 fixation, the energetic demands of these organisms would likely require high rates of organic matter supply and thus likely limit their contributions to more-eutrophic but N-limited marine ecosystems (e.g., the Baltic Sea).


مناقشة

The dependence of the intracellular metabolic flux distribution of S. cerevisiae CEN.PK113-1A on the external oxygen availability was studied in glucose-limited chemostats under five different oxygenation conditions with 13 C-labelling. 13 C-labelling was utilised to obtain ratios of intracellular fluxes at the metabolic branching points [23, 43]. The flux ratio constraints were included in the MFA systems to solve the metabolic flux distributions [24]. The redox cofactors NADH and NADPH were not included in the metabolite mass balancing in 13 C-MFA so that the intracellular flux distributions could be reliably solved, despite the lack of precise information on the cofactor specificities and the relative activities of different isoenzymes for conditions in which redox balancing is an important determinant of cell physiology, in particular metabolic fluxes. The dilution rate in the chemostat cultivations, 0.10 h -1 , was well below the μالأعلى observed for the equivalent strain CEN.PK113-7D: 0.41 h -1 and 0.30 h -1 in aerobic and anaerobic conditions [15], respectively, and significantly lower than the critical dilution rate 0.27 h -1 , at which the metabolism of S. cerevisiae (CEN.PK122) has been reported to shift from fully respirative to respiro-fermentative in aerobic chemostat cultures [42]. The entirely respirative metabolism of S. cerevisiae under fully aerobic conditions was further confirmed by the absence of ethanol and other fermentation products in the culture supernatant and approximately the same specific rates of O2 الاستهلاك وثاني أكسيد الكربون2 production (Table 1). The controlled continuous culture conditions ensured that the metabolic effects observed under conditions of restricted respiration in the current study stemmed solely from the reduced availability of oxygen, rather than from exceeding the respiratory capacity, which has been observed to result in overflow metabolism, in aerobic alcoholic fermentation at high specific growth rate [17, 18].

The switch from entirely respirative metabolism to respiro-fermentative metabolism was observed in conditions of 2.8% oxygen in the chemostat inlet gas. However, in 2.8% oxygen the respirative pathways still carried most of the carbon fluxes. When the oxygen provision was further restricted to 1.0%, thus reducing the potential of respirative ATP production, flux through the fermentative pathway increased. Since mitochondrial respiration is a significantly more efficient means to produce ATP than substrate level phosphorylations, even in only 0.5% oxygen a significant fraction (25%) of ATP was produced through respiration.

Major redistributions of carbon fluxes were observed between the different oxygenation conditions, particularly at the pyruvate branch point where the metabolism branches to three pathways. The respirative and the fermentative pathways branch out from pyruvate through the enzymes pyruvate dehydrogenase and pyruvate decarboxylase, respectively. Pyruvate decarboxylase has been found to be essential for growth on glucose in S. cerevisiae because of the assimilatory role of the pathway in generation of cytosolic acetyl-CoA. It is therefore also expressed during respiratory growth [48]. Wiebe وآخرون. (2008) observed decreased expression of the pyruvate decarboxylase PDC1 gene in low oxygenation [32] although the flux redistribution at the pyruvate branch point demonstrated that higher flux was directed through pyruvate decarboxylase in low than in high external oxygen, suggesting that post-transcriptional regulation is important for pyruvate decarboxylase. In 1.0% oxygen the fermentative flux through pyruvate decarboxylase became the main carbon flux from the pyruvate branch point.

Under glucose repression the respiratory pathway enzymes are severely down-regulated [17] whereas under low external oxygen availability the respiratory chain is functional but the terminal electron acceptor, oxygen, is limiting. The electron transport chain may even be optimized for low oxygen conditions by oxygen dependent modification of the terminal electron acceptor COX subunits Cox5a and Cox5b via transcriptional regulation [49]. The genes encoding TCA cycle enzymes are down-regulated in low oxygenation [32]. The carbon fluxes in the TCA cycle were also lower in lower oxygenation. In anaerobic conditions the TCA cycle operated as a branched pathway, as previously observed by Fiaux وآخرون. (2003) [20] and in aerobic glucose repressed batch cultures by Gombert وآخرون. (2001) [19]. On the contrary Maaheimo وآخرون. (2001) [34] observed cyclic operation of the TCA cycle in aerobic batch cultures and branched operation only in anaerobic batch cultures. In mammals pyruvate dehydrogenase can be regulated via HIF1 mediated phosphorylation to reduce the flux to the TCA cycle under restricted respiration [50]. However, the activity of the S. cerevisiae pyruvate dehydrogenase enzyme has not been found to be regulated by phosphorylation [51].

The third flux branching from pyruvate, the anaplerotic flux, through pyruvate carboxylase, replaces the carbons lost from the TCA cycle to biosynthesis. An increase in the anaplerotic flux can be expected when the ratio of the carbon flow to biosynthesis, relative to the respirative carbon flux through the TCA cycle, is increased. When the respiration rate was reduced by the reduced availability of external oxygen while the growth rate was kept constant, the respirative carbon flux was decreased whereas the specific carbon flux to biosynthesis remained the same. In 0.5% oxygen the respirative carbon flux was still over 60% of the net carbon flux to the TCA cycle whereas in anaerobic conditions there was no respirative carbon flux and the anaplerotic flux was the only source of Oaamit. Frick and Wittmann (2005) observed considerably increased anaplerotic fluxes in S. cerevisiae at high growth rates (D = 0.30, 0.40 h -1 ) in aerobic chemostats compared to low growth rate (D = 0.15 h -1 ) and the increases in the anaplerotic fluxes were accompanied by high malic enzyme fluxes [18]. High contribution of a malic enzyme flux has also been observed in aerobic glucose-repressed batch cultures [34]. In this study the highest, but still low, malic enzyme fluxes were observed in the more oxygenised conditions while the absolute anaplerotic flux remained on fairly constant level and only the ratio of anaplerosis to the TCA cycle flux was increased when oxygen concentration was reduced. Thus a high ratio of anaplerotic flux to the TCA cycle flux is associated with respiro-fermentative and anaerobic metabolism, but high absolute anaplerotic and malic enzyme fluxes with high specific growth rate and/or overflow metabolism. Overflow metabolism was not observed as a result of decreased respiratory rate achieved by reduced oxygen provision.

In fully aerobic conditions S. cerevisiae regenerates NAD + mainly through respiration. When limited oxygen availability restricts respiration, cells are forced to use other means for regeneration of NAD + and mitochondrial NADH needs to be transported to the cytosol for reoxidisation. For the transport of NADH, mitochondrial alcohol dehydrogenase, encoded by ADH3, provides a probable redox shuttle [6, 52]. S. cerevisiae oxidises the surplus NADH by producing glycerol as a redox sink. In this study, carbon loss to glycerol was observed only in anaerobic conditions, as expected. Based on the theoretical amount of assimilatory NADH synthesised in anaerobic conditions, 11 mmol g biomass -1 at a growth rate 0.1 h -1 [10], which was consistent with the anaerobic glycerol production rate observed in this study (1.2 mmol g biomas -1 h -1 [32], no net glycerol production should occur for oxygen uptake rates of 0.55 mmol O2 g biomass -1 h -1 or higher [53]. The oxygen uptake rate measured in the lowest oxygen concentration provided in this study, 0.5% O2, was 1.2 mmol O2 g biomass -1 h -1 , which is twice the rate which would be sufficient for maintaining the cytosolic NADH balance with the external NADH dehydrogenases and mitochondrial respiration [6].

The main mechanisms in S. cerevisiae for mitochondrial reoxidation of cytosolic NADH are the external NADH dehydrogenases (Nde1p and Nde2p) but the glycerol-3-phosphate shuttle is also known to be active [6, 7]. The anaerobic flux distribution observed was clearly different from all the other flux distributions since respiration could maintain the NADH/NAD + ratio in all the aerobic conditions. Weusthuis وآخرون. (1994) indicated that yeasts could optimise their function for redox balancing so that available oxygen would primarily be used to maintain the redox balance, thus avoiding carbon loss to glycerol [8]. The indication has been supported by MFA modelling results of S. cerevisiae metabolism in low oxygen conditions [9]. Respiratory functions couple energy generation in terms of ATP with the redox balance. Since the redox cofactor NADH is one of the hub metabolites in the organism-wide network of metabolic reactions [29], the regulation of redox homeostasis encompasses all the metabolic pathways.

In this study P/O ratios were estimated in two different ways: from OURs and from the flux of electrons to the respiratory chain. The two different estimates were consistent with each other and close to one in all conditions. The effective P/O ratio has previously been estimated to be close to one in respiratory, carbon-limited cultures [54] and an increase in the effective P/O ratio in decreased respiratory fluxes has been observed in isolated mitochondria and in spheroplasts [55–57]. An ability to adjust the P/O ratio has been discussed as providing an important means to control ATP synthesis in cells to adapt to changes in energy demands [56]. In this study no significant increase in the P/O ratio was observed with decreasing respiratory fluxes.

The PPP provides precursors for biosynthesis and reductive power in the form of NADPH. The relative flux to the PPP appeared to be mainly determined by the NADPH requirement for biomass synthesis in the different oxygenation conditions. It has been stated that the flux through the PPP depends on the NADP + /NADPH ratio in the cell and additionally on the MgATP 2- pool that inhibits glucose-6-phosphate dehydrogenase, an enzyme in the oxidative branch of the PPP, allowing dynamic regulation of the relative PPP flux [58]. The dependence of the relative PPP flux on growth rate and biomass yield has been observed [18]. The relative PPP flux contributions to PEP observed with METAFoR analysis of glucose repressed cells in aerobic batch cultures [34] are essentially the same as observed in this study in response to the lowest oxygen provision and anaerobic conditions. NADPH production of the oxidative PPP in the aerobic cultivations was approximately 6 mmol g biomass -1 in this study, assuming the maximum relative PPP flux, while approximately 9 mmol g biomass -1 would be needed for reducing power in the form of NADPH for biomass production of yeast growing on glucose with ammonium as the nitrogen source [59]. Thus one third of the NADPH required must have been produced in pathways other than the PPP. The isocitrate dehydrogenase reaction of the TCA cycle is assumed to be another main contributor to the production of NADPH [59]. However, NADPH is also known to be an important factor in oxidative damage prevention [60] and therefore the NADPH requirement may have been lower in the lower oxygenation conditions.

The changes in metabolic flux distribution observed in the series of different oxygenation conditions were positively correlated with the transcriptional changes of the genes encoding the flux carrying metabolic enzymes [32] only for pyruvate dehydrogenase and the TCA cycle. Glycolytic flux, in particular, showed a large increase as oxygenation was reduced, in contrast to the expression levels of some of the corresponding genes [32]. However, no extensive correlation between changes in transcription and the flux distribution in aerobic and anaerobic chemostat cultures of S. cerevisiae has been previously observed [61, 62] and the glycolytic enzymes have recently been stated to be post-transcriptionally regulated [37, 63]. In contrast, some transcriptional regulation of metabolism has been found to correlate with the glycolytic rate in batch cultures of S. cerevisiae strains displaying glucose uptake rates between 3.5 mmol g -1 h -1 and 15.8 mmol g -1 h -1 by Elbing وآخرون. (2004) [64]. In this study, even though the specific glucose uptake rates in chemostats varied between 0.9 mmol g -1 h -1 and 6.6 mmol g -1 h -1 [32] there was no correlation with the transcriptional level of the glycolytic genes which were studied. However, in the work by Elbing وآخرون. (2004), how the glycolytic rate was sensed to trigger transcriptional changes was not resolved [64]. As extensive oxygen dependent redistributions of fluxes were observed in central carbon metabolism in this work, the oxygen-dependent regulation of the fluxes in S. cerevisiae appears to lie mainly at the post-transcriptional level of the cell's regulatory system. However, it should be kept in mind that the oxygen dependent flux distributions of S. cerevisiae reflect not only the direct oxygen sensing regulatory mechanisms, but rather the ultimate response of the whole interactive multi-level regulatory system.


الملخص

A rise in the oxygen content of the atmosphere and oceans is one of the most popular explanations for the relatively late and abrupt appearance of animal life on Earth. In this scenario, Earth’s surface environment failed to meet the high oxygen requirements of animals up until the middle to late Neoproterozoic Era (850–542 million years ago), when oxygen concentrations sufficiently rose to permit the existence of animal life for the first time. Although multiple lines of geochemical evidence support an oxygenation of the Ediacaran oceans (635–542 million years ago), roughly corresponding with the first appearance of metazoans in the fossil record, the oxygen requirements of basal animals remain unclear. Here we show that modern demosponges, serving as analogs for early animals, can survive under low-oxygen conditions of 0.5–4.0% present atmospheric levels. Because the last common ancestor of metazoans likely exhibited a physiology and morphology similar to that of a modern sponge, its oxygen demands may have been met well before the enhanced oxygenation of the Ediacaran Period. Therefore, the origin of animals may not have been triggered by a contemporaneous rise in the oxygen content of the atmosphere and oceans. Instead, other ecological and developmental processes are needed to adequately explain the origin and earliest evolution of animal life on Earth.

Geochemical evidence points to the general oxygenation of the oceans around 635 million years ago (Ma) (1), with an oxygenation of the deep oceans around 580 Ma, likely requiring a minimum of 10% present atmospheric levels (PAL) (2). This oxygenation of the deep ocean roughly corresponds with the conspicuous (up to 1 m in size) appearance of the so-called Ediacara macrobiota, which likely included metazoan stem lineages and other multicellular eukaryotes (3). This correlation is consistent with the notion that elevated atmospheric oxygen levels during this time finally permitted the evolution of metazoans, which have relatively high oxygen demands compared with the aerobic microbes that thrived earlier in the Proterozoic Eon (4 ⇓ ⇓ ⇓ –8). However, the relative timing between the origin of animals and the proposed Neoproterozoic rise of atmospheric oxygen remains ambiguous. Indeed, according to present evidence, the earliest proposed signs of animals in the rock record (9, 10), as well as molecular clock divergence estimates (11, 12), predate the earliest evidence for deep ocean oxygenation (1), potentially by tens of millions of years. Furthermore, to establish that low levels of atmospheric oxygen, in fact, delayed the origin of animal life on Earth, it is necessary to know the minimum oxygen requirements of early animals.

Although the oxygen requirements of early animals are not well established, there are multiple theoretical estimates (5, 6, 13 ⇓ ⇓ ⇓ –17). The first estimates suggest that 1% PAL was sufficient to initiate the evolution of metazoans (5), although later estimates suggest higher requirements, between 6% and 10% PAL (6, 17). The estimated minimum oxygen requirements for the sheet-like Dickinsonia, a prominent member of the Ediacara macrobiota and putative stem group metazoan (18), fall within 1–3% PAL (14). Similar estimates for the minimum oxygen requirements for the last common ancestor of bilaterians range from 0.14% to 0.36% PAL, depending primarily on the organism’s length, width, and possession of a vascular system (19). For example, although an animal limited by pure diffusion for its internal oxygen supply is estimated to require 10% PAL to reach millimeter width (15), a diffusion-limited, 600-μm-long by 25-μm-wide worm is estimated to require ∼0.36% PAL, with a 3-mm-long by 67-μm-wide worm with a circulatory system requiring only ∼0.14% PAL (19). Therefore, these estimates suggest that early animals, in general, may have had relatively low oxygen requirements. However, although these theoretical efforts provide some guidance, they are based on highly simplified, idealized organisms that do not reflect the complexity of living animals. Therefore, to more conclusively determine the minimum oxygen requirements of metazoans, direct experimental evidence is required. Such evidence can reasonably be obtained by studying modern animals that resemble the earliest metazoans.

Numerous phylogenetic analyses conclude that sponges are the earliest diverging extant metazoan group (11, 12, 20 ⇓ –22). The sponge body plan is characterized by a series of internal chambers and canals lined with flagellated feeding cells called choanocytes. These choanocytes morphologically resemble choanoflagellates, a group of single-celled microbial eukaryotes known to form colonies and feed like choanocytes (23). Choanoflagellates, in turn, are the closest living relatives of animals (24 ⇓ ⇓ ⇓ –28). This suggests that the similarities between choanocytes and choanoflagellates were inherited from a common ancestor and that the choanocyte-based feeding mode, as retained by sponges, is likely ancestral to all animals (29).

Because the last common ancestor of all living animals likely had a sponge-like body plan, the physiology and oxygen requirements of modern sponges should serve as a reasonable window into the oxygen requirements of the earliest animals. For the sponge body plan, most metabolically active cells, notably the choanocytes and pinacocytes, border and surround the sponge mesohyl, the collagen-rich, fibrous matrix that functions as an endoskeleton. Because these cells are always in direct contact with seawater, they do not rely on the diffusion of oxygen from the external environment into the interior of the animal, nor do they require oxygen delivery via a true circulatory system. Therefore, the oxygen requirements of sponges might be relatively low (13, 19). Indeed, sponges have been observed in modern low-oxygen environments, such as the Saanich Inlet on Vancouver Island, where Suberites simplex is abundant near the oxic–anoxic interface (30). Sponges were also observed on the Volcano 7 seamount in the eastern tropical Pacific, where oxygen concentrations ranged from 4.5 to 7.2 μM O2 (31). Despite these observations, however, the minimum oxygen requirements of modern sponges and their metabolic response to low oxygen have not, to our knowledge, been investigated.

In this study we explore the respiration kinetics and low-oxygen tolerance of the demosponge Halichondria panicea (Fig. 1).We show that although sensitive to oxygen, H. panicea can both tolerate and grow at low oxygen levels from 0.5% to 4% PAL. Because these levels may have been present in the environment well before animals originated, animal evolution may not have been prohibited by the presumably low atmospheric oxygen levels before the Neoproterozoic Era.

Photograph of H. panicea, a temperate marine demosponge collected in the Kerteminde Fjord, Denmark, at 1 m depth.


Oxygen regulated gene expression in facultatively anaerobic bacteria

In facultatively anaerobic bacteria such asالإشريكية القولونية, oxygen and other electron acceptors fundamentally influence catabolic and anabolic pathways.بكتريا قولونية is able to grow aerobically by respiration and in the absence of O2 by anaerobic respiration with nitrate, nitrite, fumarate, dimethylsulfoxide and trimethylamine N-oxide as acceptors or by fermentation. The expression of the various catabolic pathways occurs according to a hierarchy with 3 or 4 levels. Aerobic respiration at the highest level is followed by nitrate respiration (level 2), anaerobic respiration with the other acceptors (level 3) and fermentation. In other bacteria, different regulatory cascades with other underlying principles can be observed. Regulation of anabolism in response to O2 availability is important, too. It is caused by different requirements of cofactors or coenzymes in aerobic and anaerobic metabolism and by the requirement for different O2-independent biosynthetic routes under anoxia. The regulation mainly occurs at the transcriptional level. فيبكتريا قولونية, 4 global regulatory systems are known to be essential for the aerobic/anaerobic switch and the described hierarchy. A two-component sensor/regulator system comprising ArcB (sensor) and ArcA (transcriptional regulator) is responsible for regulation of aerobic metabolism. The FNR protein is a transcriptional sensor-regulator protein which regulates anaerobic respiratory genes in response to O2 availability. The gene activator FhlA regulates fermentative formate and hydrogen metabolism with formate as the inductor. ArcA/B and FNR directly respond to O2, FhlA indirectly by decreased levels of formate in the presence of O2. Regulation of nitrate/nitrite catabolism is effected by two 2-component sensor/regulator systems NarX(Q)/NarL(P) in response to nitrate/nitrite. Co-operation of the different regulatory systems at the target promoters which are in part under dual (or manifold) transcriptional control causes the expression according to the hierarchy. The sensing of the environmental signals by the sensor proteins or domains is not well understood so far. FNR, which acts presumably as a cytoplasmic ‘one component’ sensor-regulator, is suggested to sense directly cytoplasmic O2-levels corresponding to the environmental O2-levels.

هذه معاينة لمحتوى الاشتراك ، والوصول عبر مؤسستك.


شاهد الفيديو: علل دورة كريبس لا تحدث الا في وجود الاوكسجين (يوليو 2022).


تعليقات:

  1. Thaddeus

    عذرا لذلك أنا أتدخل ... أنا أفهم هذا السؤال. دعونا نناقش. اكتب هنا أو في PM.

  2. Baltasar

    أعتذر أنني أتدخل ، وأود أن أقترح حلًا آخر.

  3. Kuno

    أعتذر ، لكنني أقترح أن أذهب بطريقة مختلفة.

  4. Prentiss

    يتفقون معك تماما. في ذلك شيء وإنما هي فكرة ممتازة. أنا أدعمك.

  5. Lendall

    في رأيي لم تكن على حق. أنا متأكد. دعنا نناقش.



اكتب رسالة